ELP1

引言你以为RNA只是传递遗传信息的“信使”？太简单了！细胞内的RNA远比我们想象的更加复杂而动态。它们身上布满了各种化学修饰，就像隐藏的“暗号”或“指令”，精密地调控着基因的表达。在这张神秘的“RNA表观转录组图谱”（RNA Epitranscriptomics）上，“N⁶-甲基腺苷”（N⁶-methyladenosine, 简称 m⁶A）无疑是最受瞩目的标记之一。它被发现与mRNA的命运息息相关，尤其是加速mRNA的衰变——简单来说，带有m⁶A的信使分子似乎活不长。然而，一个令人困惑的“罗生门”出现了：如果mRNA带着加速降解的标记，它怎么来得及被细胞的“翻译机器”——核糖体读取并合成蛋白质呢？特别是当m⁶A出现在指导蛋白质合成的“编码序列”（Coding Sequence, CDS）里时，这个矛盾似乎更加突出。难道m⁶A是基因表达的“自毁开关”？核糖体是如何理解并应对这个标记的？4月30日发表在《Cell》上的一项重磅研究“tRNA modifications tune m⁶A-dependent mRNA decay”，揭开了这个谜团的惊人真相。研究人员发现，m⁶A对mRNA衰变的影响并非孤立存在，它竟然与另一种RNA分子——转运RNA（tRNA）上的特定化学修饰“握手”合作！这项研究精确地揭示，m⁶A在mRNA的编码序列中会成为核糖体的“减速带”，降低翻译效率，而tRNA上的一种特殊修饰“5-甲氧基羰基甲基-2-硫代尿苷”（mcm⁵s²U）则能像“助推器”一样，巧妙地缓解这种“减速”效应。这场mRNA与tRNA修饰之间的“双簧戏”，共同构成了调控特定mRNA（特别是那些编码关键信号通路的mRNA）命运的精妙开关。更令人警醒的是，研究发现，这套系统的失衡，竟然与人类健康，尤其是肿瘤的发生和侵袭性紧密相关！细胞如何通过协调不同类型RNA上的化学标记，来决定一个信使分子的生死？这种全新的泛表观转录组学相互作用，又将如何改写我们对基因表达调控和癌症机制的理解？m⁶A的“神秘”位置：为何有的加速衰变，有的却稳定mRNA？以往的研究发现，m⁶A修饰并非随机分布，它倾向于出现在mRNA的编码序列（Coding Sequence, 简称CDS）内部以及接近终止密码子（Stop Codon）的区域。但这种分布模式具体如何影响mRNA功能，我们并不完全清楚。为了弄清楚m⁶A的位置效应，研究人员首先利用高分辨率的m⁶A图谱技术（miCLIP）在人HEK293T细胞中绘制了m⁶A的精确位置地图。通过将m⁶A位点明确划分到mRNA的不同区域（5'UTR, CDS, 3'UTR），他们发现：那些mRNAs，如果它们的m⁶A位点仅位于3'UTR，它们的平均衰变速率并没有比没有m⁶A的mRNA更快，甚至在某些情况下，它们的稳定性略有增加。在人类细胞中，没有m⁶A的mRNA平均半衰期约7小时，而m⁶A仅在3'UTR的mRNA半衰期略长于7小时。然而，如果mRNAs的m⁶A位点位于编码序列（CDS）内部，这些mRNAs的平均衰变速率则显著提高。在人类细胞中，m⁶A位于CDS的mRNA平均半衰期显著短于7小时，而在小鼠胚胎干细胞（mESCs）中也观察到了类似的模式。这表明，m⁶A对mRNA衰变的影响并非一概而论，其位置至关重要。位于CDS的m⁶A才是加速mRNA衰变的主要“推手”。进一步分析发现，高度不稳定的mRNA在CDS中富集了m⁶A，而稳定的mRNA的CDS区域m⁶A含量较低。这与m⁶A的“元基因”（metagene）分布模式相吻合，表明m⁶A在CDS区域的富集与mRNA的快速衰变密切相关。为了在受控条件下验证这一结论，研究人员构建了一系列报告基因（Reporter Gene）。这些报告基因表达的mRNA经过精心设计，不含天然的m⁶A修饰位点，但在特定位置引入了可被甲基化的DRACH序列（m⁶A的识别基序）。他们构建了三种主要的报告mRNA：一种不含可甲基化位点作为对照；一种在CDS的末端（紧邻3'UTR之前）插入DRACH序列；另一种在3'UTR的起始位置插入DRACH序列。当将这些报告基因转染到HEK293T细胞中，并阻断转录后，研究人员监测了报告mRNA的衰变速率。结果发现：含有CDS m⁶A的报告mRNA的衰变速度最快，半衰期约为2.3小时（使用Actinomycin D阻断转录）或7小时（使用Triptolide阻断转录）。对照报告mRNA（无m⁶A）的半衰期约为7小时（Actinomycin D）或19小时（Triptolide），比CDS m⁶A报告mRNA稳定得多。含有3'UTR m⁶A的报告mRNA的半衰期约为3.4小时（Actinomycin D）或330小时（Triptolide），其稳定性介于前两者之间，且在Triptolide处理下甚至比无m⁶A报告mRNA更稳定（虽然Actinomycin D处理下略快，这可能与阻断机制差异有关）。为了确认这种差异是由m⁶A修饰本身引起的，研究人员使用了METTL3抑制剂STM2457（METTL3是主要的m⁶A甲基转移酶）。STM2457处理后：CDS m⁶A报告mRNA的衰变速度显著减慢，半衰期从7小时增加到5.9小时（Triptolide），变得与无m⁶A对照报告mRNA的6小时半衰期相似。3'UTR m⁶A报告mRNA在STM2457处理后显示出稳定性增加，这与之前观察到的m⁶A在3'UTR的稳定作用一致。这些实验有力地证明，m⁶A在编码序列（CDS）中的存在是导致mRNA快速衰变的关键因素。翻译机器的“秘密”：mRNA衰变与核糖体的速度之舞为什么m⁶A在CDS会加速mRNA衰变呢？研究人员推测，这可能与mRNA的翻译过程紧密相关。核糖体是负责将mRNA序列翻译成蛋白质的“机器”，它们沿着CDS前进。如果CDS上的m⁶A影响了核糖体的运动速度，这或许会引发下游的衰变机制。为了验证翻译是否是m⁶A介导的mRNA衰变所必需的，研究人员使用了翻译抑制剂（如cycloheximide和emetine）处理了表达报告基因的HEK293T细胞。结果显示：无论是使用cycloheximide还是emetine，含有CDS m⁶A的报告mRNA的衰变速度都显著减慢，其稳定性大大提高。这强烈支持CDS m⁶A介导的衰变是翻译依赖性的。其他报告mRNA（无m⁶A或3'UTR m⁶A）的稳定性也有所提高，但效果不如CDS m⁶A报告mRNA那样显著和一致。随后，研究人员将目光转向了内源性（细胞自身）的m⁶A靶mRNA。他们分析了在emetine处理的小鼠胚胎干细胞中，内源性mRNAs的衰变速率。结果发现：与未处理的细胞相比，在emetine处理的细胞中，CDS区域含有m⁶A的mRNA的稳定性提高最多，其稳定性与不含m⁶A的mRNA相当。进一步对人HEK293T细胞的数据分析也发现，mRNA的m⁶A水平（特别是CDS中的m⁶A）与其在emetine处理后的稳定性高度相关，相关系数平方（R²）约为0.66，显示出很强的线性关系。虽然单个mRNA的稳定性变化可能不大，但这种关联在转录组水平上普遍存在，超过20%的基因表现出超过20%的稳定性提高。这些结果表明，m⁶A介导的mRNA衰变严重依赖于mRNA的翻译过程。这提出了一个重要的假说：CDS中的m⁶A可能通过影响核糖体的翻译速度来调控mRNA的衰变。m⁶A如何“绊倒”核糖体：解码效率的微调如果翻译是关键，那么m⁶A具体是如何影响核糖体的呢？一种可能性是，m⁶A修饰的密码子在核糖体翻译过程中被“低效”解码，导致核糖体速度减慢，甚至“暂停”。我们知道，低效的密码子（Non-optimal codons）会减慢翻译速度，并且与mRNA半衰期缩短有关。早期体外实验也显示，m⁶A可以干扰细菌核糖体对tRNA的识别。为了在活细胞中验证这一假说，研究人员结合了m⁶A高分辨率图谱和核糖体分析技术（Ribosome Profiling）。核糖体分析可以捕捉mRNA上被核糖体保护的片段，从而揭示核糖体在mRNA上的位置和密度。核糖体停留在某个密码子上的时间越长，该密码子的A位点（Aminoacyl-tRNA binding site）的覆盖度就越高，这通常意味着该密码子正在被低效解码。研究人员首先在HEK293T细胞中鉴定了被m⁶A修饰的密码子，并进行了核糖体分析。为了排除不同mRNA之间密码子使用频率差异带来的偏差，他们采取了严格的对照策略：对于每一个m⁶A修饰的密码子，都找到了同一mRNA中最近的、未被m⁶A修饰的同类型密码子进行比较。比较结果显示：与未被修饰的同类型密码子相比，m⁶A修饰的密码子在核糖体A位点的覆盖度显著更高，表明这些密码子在活细胞中确实被低效解码了。这种低效解码效应并非由m⁶A结合蛋白引起，通过分析核糖体在m⁶A位点附近的阅读框偏移，研究人员确认核糖体是停留在m⁶A所在的密码子上，而不是在其他位置，这符合解码效率降低的模式。为了进一步确认这种低效解码是m⁶A本身造成的，研究人员使用了METTL3抑制剂STM2457处理HEK293T细胞，抑制m⁶A的形成，并再次进行核糖体分析。结果令人惊叹：在STM2457处理后，原本被m⁶A修饰的密码子在核糖体A位点的覆盖度显著降低，回到了未修饰密码子的基线水平。此外，通过计算单个密码子的m⁶A化学计量度（即该密码子被m⁶A修饰的比例），研究人员发现在未处理的细胞中，m⁶A化学计量度与密码子A位点覆盖度之间存在强烈的正相关关系（R²约为0.66）。而在STM2457处理的细胞中，这种相关性几乎完全消失（R²小于0.01）。这些数据有力地证明，m⁶A修饰确实会降低哺乳动物核糖体对密码子的解码效率，导致核糖体在含有m⁶A的密码子处减速。“密码”不是铁板一块：m⁶A对不同密码子的区别对待m⁶A的识别基序通常是DRACH序列，它可以存在于九种不同的有义密码子（Sense Codons）中。研究人员进一步探究了这九种可被甲基化的密码子是否受到m⁶A的同等影响。他们分析了这些密码子在被m⁶A修饰后的A位点覆盖度。结果发现：在这九种密码子中，有八种在被m⁶A修饰后，其A位点覆盖度都有所增加，表明普遍存在低效解码现象。然而，不同密码子受到的影响程度差异巨大。例如，GGA密码子即使被甲基化，其A位点覆盖度变化很小；而GAA密码子即使未甲基化时覆盖度已较高，被m⁶A修饰后覆盖度进一步显著增加。这种差异是为什么呢？研究人员推测这可能与密码子-反密码子（Codon-Anticodon）相互作用的强度有关。GGA密码子与tRNA的反密码子通过沃森-克里克（Watson-Crick）碱基配对形成三个氢键，是一种固有强相互作用的密码子。而GAA密码子形成一个G-C碱基对，相互作用强度中等。看起来，m⁶A对密码子的影响程度，与其固有的密码子-反密码子相互作用强度有关，对于相互作用中等强度的密码子，m⁶A的“减速”效应更为明显。在STM2457处理后，这些密码子（特别是那些对m⁶A敏感的）的A位点覆盖度增加效应几乎完全逆转，再次确认这是m⁶A本身的作用。因此，m⁶A对不同密码子的解码效率影响是存在差异的，这种差异性取决于密码子-反密码子相互作用的强度。tRNA的“救援”：mcm⁵s²U如何解除m⁶A的“减速”魔咒？我们知道，tRNA上的化学修饰会影响其对mRNA密码子的解码效率。研究人员注意到，m⁶A位于密码子的第三位（即“摆动”位置，Wobble Position）时，引起的核糖体暂停效应比m⁶A位于前两位时更强。而沃森-克里克碱基配对规律允许反密码子的第三位（U34）与密码子的第三位（“摆动”碱基）进行非沃森-克里克配对。恰好，某些tRNA在U34位点含有修饰“5-甲氧基羰基甲基-2-硫代尿苷”（5-methoxycarbonylmethyl-2-thiouridine, 简称 mcm⁵s²U）。mcm⁵s²U修饰已知可以提高解码效率。这让研究人员产生了一个大胆的猜想：tRNA上的 mcm⁵s²U修饰，是否能够“救援”或缓解m⁶A修饰密码子的低效解码？为了验证这一猜想，研究人员构建了敲除ELP1或CTU2基因的HEK293T细胞系。ELP1和CTU2是mcm⁵s²U生物合成途径中的关键酶。敲除这些基因会导致tRNA缺乏mcm⁵s²U修饰。他们确认了敲除细胞系中tRNA缺乏mcm⁵s²U修饰，并再次进行了核糖体分析。他们特别关注了那些既能被m⁶A修饰，又被含有mcm⁵s²U的tRNA解码的密码子，例如AAA、AGA和GAA。对这些密码子在野生型（WT）细胞以及ELP1 KO和CTU2 KO细胞中的A位点覆盖度进行分析后发现：在缺乏mcm⁵s²U修饰的ELP1 KO和CTU2 KO细胞中，m⁶A化学计量度与这些密码子的A位点覆盖度之间的相关性显著增强。特别是对于AGA密码子，在野生型细胞中m⁶A对其影响不大，但在缺乏mcm⁵s²U的细胞中，m⁶A导致了强烈的核糖体暂停。这表明AGA密码子对mcm⁵s²U的缺乏特别敏感。这种现象在STM2457处理的细胞中被逆转，再次确认这是m⁶A与mcm⁵s²U相互作用的结果。这些结果表明，m⁶A和mcm⁵s²U这两种在不同RNA分子上的修饰，在翻译核糖体的A位点上存在功能性相互作用，mcm⁵s²U能够缓解m⁶A对密码子解码效率的降低作用。低效解码往往会导致核糖体“碰撞”（Ribosome Collisions），即一个核糖体在前面慢速或暂停时，后面的核糖体赶上来发生碰撞。核糖体碰撞被认为是激活mRNA衰变机制（如无停顿衰变No-Go Decay）的信号。研究人员也检测了在不同细胞系中m⁶A修饰密码子处的核糖体碰撞情况：在野生型细胞中，AGA和GAA等对m⁶A敏感的密码子处检测到了核糖体碰撞。这种碰撞在STM2457处理后减少，确认是由m⁶A引起的。更重要的是，在缺乏mcm⁵s²U的细胞中，AGA和GAA密码子处的核糖体碰撞显著增加。这些数据绘制出了一幅清晰的图景：m⁶A修饰导致核糖体减速，特别是当tRNA缺乏mcm⁵s²U“救援”时，减速更加严重，从而引发核糖体碰撞。这些局部的核糖体碰撞可能就是生理性的mRNA衰变信号。双重调控的“管家”：mcm⁵s²U/m⁶A系统如何管理重要mRNA的命运既然mcm⁵s²U能够对抗m⁶A引起的低效解码，那么它是否也能影响m⁶A介导的mRNA衰变呢？研究人员回到了报告基因实验。他们构建了一个报告基因，其CDS中的DRACH位点包含一个AGA密码子。如前所述，AGA密码子的解码需要完整的mcm⁵s²U修饰，且对mcm⁵s²U缺乏非常敏感。将这个含有AGA密码子的报告基因转染到野生型、ELP1 KO和CTU2 KO细胞中后，研究人员检测了报告mRNA的衰变速率：在ELP1 KO和CTU2 KO细胞中，报告mRNA的半衰期都比野生型细胞中缩短了，衰变速度加快。这种加速衰变是由m⁶A驱动的，因为STM2457处理可以稳定报告mRNA。这表明，缺乏mcm⁵s²U确实会加速m⁶A修饰mRNA的衰变。为了在全转录组水平上验证这一发现，研究人员使用了SLAM-seq技术测量了mcm⁵s²U缺陷细胞中细胞内源性mRNAs的衰变速率。SLAM-seq可以通过标记新合成的RNA来区分新旧mRNA，从而更精确地测量衰变速率。结果显示，在ELP1 KO和CTU2 KO细胞中，m⁶A修饰的mRNA的衰变确实加速了。这证明mcm⁵s²U对m⁶A介导的内源性mRNA衰变具有抑制或缓解作用。缺乏mcm⁵s²U会增强m⁶A的“破坏力”。这两种RNA修饰之间的相互作用，构成了一个全新的mRNA衰变调控机制。研究人员称之为“泛表观转录组学”（Pan-epitranscriptomic）调控系统。这个系统就像一个“管家”，协同管理着细胞内功能相关的mRNA“调控子”（Regulons）的命运。那么，这个“管家”系统具体调控哪些重要的mRNA呢？研究人员分析了受mcm⁵s²U/m⁶A系统调控的mRNA在癌细胞标志性通路（Cancer Hallmark Pathways）中的富集情况。结果揭示了一个显著的差异：负责细胞“内务管理”（Housekeeping）功能的代谢通路相关的mRNAs通常稳定，且CDS中的m⁶A含量较低。然而，编码信号通路关键组分的mRNAs则含有高水平的m⁶A，且衰变速度快。这些富含m⁶A、快速衰变的信号通路mRNAs在emetine处理后稳定性显著提高，再次确认其衰变是翻译依赖的。更重要的是，这些高度修饰、不稳定的信号通路mRNAs在缺乏mcm⁵s²U的细胞中衰变速度进一步加快。这意味着，m⁶A通过耦合翻译与快速衰变，来精确控制关键信号通路的表达。而mcm⁵s²U则像一个“许可”（Licensing）机制，通过缓解m⁶A的负面影响，确保这些重要信号通路mRNA能够获得更持续的表达，不至于过快被降解。这个mcm⁵s²U/m⁶A平衡系统，实际上是在微调这些紧密调控信号通路的mRNA的“寿命”。当RNA修饰失衡，疾病“趁虚而入”：mcm⁵s²U/m⁶A与癌症mcm⁵s²U/m⁶A系统调控着信号通路mRNA的命运，而信号通路的异常是癌症的标志。早期研究已经表明，m⁶A促进多能性因子mRNA衰变，帮助干细胞分化；而mcm⁵s²U则支持多能性因子表达，维持干细胞状态。持续表达多能性基因和致癌信号通路与肿瘤干性（Tumor Stemness）密切相关。这些都暗示mcm⁵s²U/m⁶A系统可能在癌症中发挥作用。研究人员分析了正常人体组织中mcm⁵s²U和m⁶A生物合成相关基因的表达水平，发现mcm⁵s²U生物合成基因相对于m⁶A生物合成基因的表达比例与组织的干性程度相关。更有趣的是，对TCGA（癌症基因组图谱）泛癌数据集的分析显示：与正常组织相比，多种肿瘤样本中都观察到mcm⁵s²U与m⁶A生物合成相关基因表达比例的失衡，具体表现为mcm⁵s²U相关基因表达相对于m⁶A相关基因升高。这种mcm⁵s²U/m⁶A比例的失衡（偏向mcm⁵s²U）与肿瘤的侵袭性增加和预后不良有关。这表明，肿瘤的发生和发展可能与mcm⁵s²U/m⁶A“管家”系统的失衡有关。为了进一步评估mcm⁵s²U/m⁶A系统作为癌症生物标志物的潜力，研究人员在METABRIC乳腺癌患者队列中，计算了mcm⁵s²U和m⁶A生物合成相关基因的表达水平对患者总生存期（Overall Survival）的单变量Cox比例风险模型。结果惊人地一致：mcm⁵s²U相关因子与患者风险增加相关（风险比>1，例如，mcm⁵s²U硫化相关因子URM1、MOCS3、CTU1、CTU2的风险比分别为1.019、1.011、1.008、1.005，均大于1），这意味着这些基因的高表达预示着较差的预后。而m⁶A相关因子（如METTL3、METTL14、WTAP等）与患者风险降低相关（风险比<1，例如，METTL3、METTL14、WTAP的风险比分别为0.986、0.989、0.992，均小于1），意味着这些基因的高表达与较好的预后相关。这种与两者分子功能相反方向的关联，在独立的SCAN-B乳腺癌患者队列中也得到了验证，再次强调了mcm⁵s²U/m⁶A系统失衡与乳腺癌患者预后不良之间的联系。研究人员基于METABRIC队列的系数，构建了一个“泛表观转录组学基因表达评分”（Pan-epitranscriptomic Gene Expression Signature），用于预测患者预后。结果显示：该评分能够显著区分不同预后风险的患者群体。评分较高的患者组（代表mcm⁵s²U相关基因表达相对较高）与较差的生存率显著相关（Log-rank检验p值小于0.0001）。在不同的乳腺癌亚型中，这个评分在更具侵袭性的亚型（如Basal亚型）中显著升高。这表明，mcm⁵s²U/m⁶A平衡系统可能在多种人类癌症中发挥作用，并有望作为一个新的泛癌生物标志物，帮助评估肿瘤的侵袭性和患者预后。癌症中观察到的密码子偏好性（Codon Bias）变化，或许并非直接通过改变蛋白质合成速度起作用，而是通过调控mcm⁵s²U/m⁶A系统来影响mRNA的周转。这项开创性的研究揭示了一个全新的基因表达调控机制：mRNA上的m⁶A修饰和tRNA上的mcm⁵s²U修饰并非各自为营，它们在翻译核糖体上“相遇”，协同作用，精细地调控着细胞内重要mRNA的命运。m⁶A像是一个“减速带”，让核糖体在CDS中停顿；mcm⁵s²U则像一个“助推器”，帮助tRNA更好地解码m⁶A修饰的密码子，缓解这种停顿。两者的平衡，决定了mRNA是快速衰变（m⁶A占优，特别是在mcm⁵s²U不足时）还是相对稳定（mcm⁵s²U有效“救援”）。这个“泛表观转录组学”调控系统，尤其对那些编码关键信号通路组分的快速衰变mRNA至关重要，确保了这些通路能够在需要时被激活，又能在完成任务后迅速“关闭”，维持细胞的动态平衡。当mcm⁵s²U/m⁶A的平衡被打破，偏向mcm⁵s²U时，重要信号通路mRNA的寿命延长，可能导致信号通路过度激活，推动肿瘤的发生和发展，预示着更具侵袭性的疾病和不良预后。这项发现不仅加深了我们对RNA修饰复杂性的理解，提供了一个解释m⁶A如何与翻译偶联调控衰变的新模型，也为癌症诊断和治疗提供了新的视角。未来，深入研究这个mcm⁵s²U/m⁶A系统如何精确识别靶标mRNA、如何与其他RNA结合蛋白（如YTHDF家族蛋白）协作或并行工作，以及如何利用这一系统失衡的特性进行干预，无疑是令人兴奋的研究方向。RNA的世界远比我们想象的更加精彩和复杂！参考文献https://www.cell.com/cell/fulltext/S0092-8674(25)00415-5声明：本文仅用于分享，不代表平台立场，如涉及版权等问题，请尽快联系我们，我们第一时间更正，谢谢！往期热文：Cell | 颠覆认知！不是被动扩散，CD36介导内吞才是许多“大块头”药物入胞的秘密通道Nature Methods | mScarlet3-H：红色荧光蛋白的新一代王者！Nature Methods | 告别“平面时代”！光学显微镜如何带你看清3D细胞世界的秘密？Nature | 帕金森病新曙光！iPS细胞人体试验结果揭晓，安全有效性初显！Cell | 实时见证“基因之吻”：Oligo-LiveFISH高精度追踪增强子-启动子动态互作Nature 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引言紫杉醇是一种众所周知的抗癌化合物。它的生物合成包括形成一个高度功能化的二萜核心骨架(baccatin III)和随后的苯基异丝氨酸侧链的组装。尽管经过半个世纪的深入研究，baccatin III的完整生物合成途径仍然未知。2024年1月25日，中国农业科学院农业基因组研究所闫建斌及北京大学雷晓光共同通讯在Science 在线发表题为”Characterization and heterologous reconstitution of Taxus biosynthetic enzymes leading to baccatin III“的研究论文，该研究发现了一种双功能细胞色素P450酶(Taxane oxetanase, TOT)，它催化紫杉醇oxetane形成中的氧化重排，代表了以前未知的oxetane环形成的酶机制。该研究建立了基于紫杉素（taxusin）生物合成途径的筛选策略，并发现了负责紫杉烷氧化C9位置(T9αH)的酶。最后，该研究在烟草中人工重组了一种生产baccatin III的生物合成途径。总之，该研究成功鉴定了紫杉醇生物途径的关键缺失酶，揭示了红豆杉催化含氧四元环分子形成的全新机制，发现了紫杉醇异源生物合成的核心基因，实现了紫杉醇核心前体baccatin III在烟草中的异源合成。该研究成果解决了紫杉醇生物合成研究中的关键瓶颈问题，是植物天然产物生物合成领域中的重大突破，为通过合成生物学的手段实现紫杉醇的高效、可持续生产铺平了道路，具有极高的科学创新性与应用价值。紫杉醇来源于红豆杉科红豆杉属植物的次生代谢，已被临床用于治疗多种癌症。紫杉醇含有结构复杂的6-8-6三环碳骨架，包含9个立体中心，1个显著的氧烷环基序和1个苯异丝氨酸链。紫杉醇可以穿过微管壁的纳米孔，与微管管腔表面的微管蛋白相互作用，破坏微管动力学，从而触发对癌细胞的细胞毒性作用。三环碳骨架的整体构象硬化是由紫杉醇的氧烷环产生的。目前用于生产紫杉醇的一种策略是化学半合成，即从植物细胞培养物或红豆杉的原始树木生物量中分离出紫杉醇前体，如baccatin III，然后化学转化为紫杉醇。这种半合成策略严重依赖自然资源和红豆杉植物的人工种植，无法满足日益增长的市场需求。以绿色和可持续的方式生产紫杉醇的生物合成策略已经变得非常有吸引力。在红豆杉植物中，TOT1负责氧乙烷的形成（Credit: Science ）自1971年首次发现紫杉醇结构以来，阐明其生物合成途径一直是天然产物研究中的一个具有挑战性的任务。迄今为止，大约有20种可能的酶促反应被报道。反应步骤可分为三个关键过程，包括从底物香叶基焦磷酸(GGPP)形成4(20)-烯-5α-醇片段的紫杉烷骨架，通过C4和C20双键的环氧化生物合成baccatin III，以及将苯基异丝氨酸链连接到baccatin III的C13位置生成紫杉醇。C13侧链的形成及其与baccatin III结合生成紫杉醇的研究已经得到了很好的研究。然而，形成baccatin III的几个基本步骤仍然未知，特别是氧烷环的形成和C9的氧化。因此，紫杉醇生物合成的上游和下游步骤无法连接，迄今为止缺乏完整的紫杉醇生物合成途径。该研究发现了一种双功能细胞色素P450酶(Taxane oxetanase, TOT)，它催化紫杉醇oxetane形成中的氧化重排，代表了以前未知的oxetane环形成的酶机制。该研究建立了基于紫杉素（taxusin）生物合成途径的筛选策略，并发现了负责紫杉烷氧化C9位置(T9αH)的酶。最后，该研究在烟草中人工重组了一种生产baccatin III的生物合成途径。5α-乙酰基4,20烯在TOT1介导的氧乙烷生成反应中是不可缺少的（Credit: Science ）原文链接https://www.science.org/doi/10.1126/science.adj3484责编|探索君排版|探索君文章来源|“iNature”End往期精选围观Nat Med | 黄荷凤院士/张静澜/徐晨明团队发表综合性无创产前筛查临床研究成果热文Science最新发布：全世界最前沿的125个科学问题热文Nature | 2024年值得关注的七项技术热文Let-7家族miRNA或为癌症潜在免疫治疗靶点热文Nat Methods | 自主生物发光成像技术在真核生物中的创新进展